Experiment på att utföra surt-fast färgning av en bakterier

Experimentera med att utföra syrafast färgning av en bakterie för att ta reda på om det är surt eller inte-surt!

Ändamål:

De flesta bakterierna kan färgas, antingen genom enkel grundfärgning eller genom gramfärgning, eftersom deras celler enkelt tar upp fläckar.

Vissa bakterier har emellertid en tjock vaxaktig cellvägg av lipidmaterial.

Sådana bakterier är extremt svåra att färgas, eftersom vanliga vattenhaltiga fläckar enkelt kan komma in i sina celler, men en gång färgas; det är lika svårt att avlägsna fläcken ur sina celler, även med kraftig användning av syraalkohol som avfärgningsmedel. Dessa bakterier färgas med syrafast färgning.

Syrestartfärgning, sålunda som gramfärgning, är sålunda en differentiell färgningsmetod, som differentierar bakterier, baserat på cellväggens natur, i två grupper enligt följande:

(1) sura fasta bakterier:

En bakterie, som är extremt svår att färgas, men en gång färgas, är det lika svårt att avlägsna fläcken från sina celler, även med kraftig användning av syraalkohol som avfärgningsmedel, är en sura bakterier (syrakärande bakterie).

Exempel: Mycobacterium spp. [M. tuberkulos (TB-bakterier), M. leprae (spetälska bakterier), M. smegmatis (naturliga bakterier av smegma) och M. marinum (TB-bakterier av marina fiskar). De har en tjock vaxaktig cellvägg gjord av lipidmaterial.

(2) icke-syrafasta bakterier:

En bakterie, som är lätt att färgas och också lätt avfärgas av syraalkohol som avfärgningsmedel, är en icke-syrabaserad bakterie (icke-syrabärande bakterier). Exempel: Alla bakterier utom Mycobacterium spp. I dessa bakterier är cellväggen inte tjock och vaxaktig.

Acid-snabb färgning är användbar vid differentiering av sura och icke-syrafasta bakterier och även vid identifiering av bakterier som tillhör släktet Mycobacterium.

Princip:

De sura bakterierna skiljer sig från de icke-syrafasta bakterierna, eftersom de har en tjock vaxaktig cellvägg av lipidmaterial. Vanliga vattenhaltiga fläckar, såsom metylenblått eller kristallviolett, kan inte komma in i sina celler genom denna vaxartade cellvägg.

Emellertid den rödfärgade fenoliska primära fläckcarbolfuchsinen (karbolsyra eller fenol + basisk fuchsin); som är lösligt i lipidmaterialen i cellväggen, kan komma in i sina celler genom cellväggen och kan bibehållas inuti cellerna som ger röd färg till dem.

Penetration utvidgas ytterligare genom applicering av värme, som driver carbolfuchsin genom lipoidväggen in i cytoplasman. (En liten modifikation av denna Ziel-Neelsen-metod beskriver tillsatsen av ett vätmedel, Turgitol, till fläcken, vilket reducerar ytspänningen mellan cellväggen och fläcken, varigenom ingen upphettning krävs). Cellerna får svalna för att härda den vaxartade cellväggen.

När cellerna exponeras för avfärgningsmedlet, syraalkohol, motstår de avfärgning, eftersom den primära fläcken är mer löslig i cellvaxen än i avfärgningsmedlet. Därefter kan den inte, när den färgas mot metylenblå, komma in i cellerna genom den vaxartade cellväggen.

Således behåller de sura fasta bakterierna slutligen den primära fläckens röda färg och visas röd. Å andra sidan tar de icke-syrafasta bakterierna upp den primära fläcken lätt och genomgår lättfärgad avfärgning. När de färgas mot metylenblå tar de färglösa cellerna lätt upp och uppträder blå, till skillnad från de sura fasta bakterierna, som verkar röda.

Material som krävs:

Slide, slinga, primär fläck (carbol fuchsin), avfärgningsmedel (syra-alkohol), motfläcka (metylenblå), hetplatta, buljong / skena / platta odling av bakterier, mikroskop, nedsänkningsolja.

Procedur:

1. En slang rengörs ordentligt under kranvatten, så att vatten inte kvarstår som droppar på dess yta (Figur 5.12).

2. Det vidhäftande vattnet torkas ut med bibulous papper och glidret lufttorkas.

3. Ett smet av bakterier framställs i mitten av glidbanan i två metoder enligt följande.

(a) Om bakterierna som odlas på agarplatta eller agarskärning ska observeras sätts en droppe vatten i glidens mitt och en slinga av bakterier från plattan eller skenan överförs till den genom en slinga som steriliseras över flamman . Då, genom långsam rotation av slingan i droppen, görs en bakteriesuspension och sprids tills ett smet erhålles.

b) Om bakterier som odlas i flytande buljong ska observeras, placeras en droppe av bakteriesuspensionen direkt i glidens mitt med en flamsteriliserad slinga och ett smet sker genom spridning.

4. Smeten är lufttorkad.

5. Smetret fixeras genom uppvärmning. Uppvärmning resulterar i koagulering av de cellulära proteinerna, på grund av vilka cellerna håller fast vid glidytan och får inte tvättas bort under färgning. Värmefixering görs genom att snabbt leda glidglaset högt över en flamma 2-3 gånger, med smutsytan vänd uppåt, så att smetet inte värms upp.

6. Smetet översvämmas med carbol fuchsin

7. Sliden placeras på en varm hetta, vilket gör att preparatet kan ångas i 5 minuter. Temperaturen på varmplattan är så justerad att förberedelsen inte kokar och förångas snabbt. Förångningsförlusten fylls på, så att smeten inte torkar upp. (För värmelös metod översväms smeten i 3-5 minuter med carbol fuchsin innehållande Turgitol).

8. Sliden tas bort från kokplattan och kyls.

9. Överflödig fläck tvättas bort från smet under försiktigt strömmande kranvatten, på så sätt att vatten inte faller direkt på smet.

10. Avfärgningsmedlet, syraalkohol, sättes till smörjdroppen, tills karbolfuchsin inte tvättar från smeten.

11. Syraalkoholen tvättas bort från smeten under försiktigt strömmande kranvatten, på så sätt att vatten inte faller direkt på smeten.

12. Smärtan översvämmas med motfläcken, metylenblå i 2 minuter.

13. Överflödig fläck tvättas bort från smeten under försiktigt strömmande kranvatten, på så sätt att vatten inte faller direkt på smeten.

14. Glidret är blottat torrt med bibulous papper.

15. Sliden är klippt till mikroskopets stadium och smetet observeras under låg effekt och höga torrmål.

16. En droppe nedsänkningsolja sätts på smeten.

17. Smetet observeras under olje-nedsänkningsmål.