Ureasprov på bakterier för att ta reda på deras förmåga att hydrolysera urea (med figur)

Ureasprov på bakterier för att ta reda på deras förmåga att hydrolysera urea (med figur)!

Princip:

Vissa bakterier har förmåga att hydrolysera (nedbrytning i närvaro av vatten) urea till NH3 och CO2, eftersom de kan producera enzymet 'ureas'.

NH ₃ är alkaliskt (grund), på grund av vilket det ökar pH-värdet, vilket ändrar färgen av fenolrött från gult till rosa.

I ureasprovet odlas testbakterierna på agarskenor innehållande urea och fenolrött. Om bakterierna har förmåga att hydrolysera urea ändras mediet i färg från gul till rosa. Vissa bakterier kan producera NH ₃ genom att bryta ner peptonerna i mediet. I sådana fall erhålls falskt positivt resultat.

Material som krävs:

Provrör, konisk kolv, bomullsproppar, inokuleringsnål, autoklav, bunsenbrännare, laminärflödeskammare, kassera burk, inkubator, membranfiltreringsapparat, karbamidagar, isolerade kolonier eller rena kulturer av bakterier.

Procedur:

1. Fem provrör är bomullspluggade, täckta med hantverkspapper och bundet med tråd eller gummiband (Figur 7.15).

2. Beståndsdelarna i ureaagarmedium (innehållande urea som huvudkomponent) eller dess färdiga pulver (med undantag av urea) som krävs för 100 ml av mediet vägs och löses i 90 ml destillerat vatten i en 250 ml konisk flaska genom skakar och virvlar runt.

3. Dess pH bestäms med hjälp av ett pH-papper eller pH-mätare och justeras till 6, 9 med användning av 0, 1 N HCI om det är mer eller med användning av 0, 1 N NaOH om det är mindre.

4. Kolven upphettas för att upplösa agar i mediet fullständigt.

5. Kolven är bomullspluggad, täckt med hantverkspapper och bundet med tråd eller gummiband.

6. De fem provrören och den koniska kolven innehållande ureaagar (utom karbamid) steriliseras vid 121 ° C (15 psi tryck) i 15 minuter i en autoklav.

7. Efter sterilisering avlägsnas de från autoklaven och får svalna ibland utan att mediet solidiseras. Kylning av mediet förhindrar kondensation och ackumulering av vattendroppar på skenorna. Om mediet redan har beretts och stelnat under lagring, måste det vara flytande genom att värma försiktigt tills det smälter fullständigt.

8. 20% karbamidlösning framställs genom upplösning av 20 g urea i 100 ml destillerat vatten och steriliseras genom membranfiltreringsapparat, eftersom urea inte kan steriliseras genom värme, då den sönderdelas vid uppvärmning.

9. 10 ml av den steriliserade karbamidlösningen blandas aseptiskt med 90 ml av det steriliserade kylda flytande mediet (flytande genom upphettning).

10. Innan det stelnar, fördelas medlet, i varmt smält tillstånd, aseptiskt i de 5 bomullspluggade steriliserade provrören (ca 20 ml vardera).

11. Provrören hålls i ett lutande läge för att kyla och stelna mediet för att få urea-agarskenor.

12. Testbakterierna inokuleras aseptiskt, företrädesvis i en laminär strömningskammare, in i skenorna genom att sticka in i skott och strimma på ytan av skenorna med hjälp av en flamsteriliserad nål. Nålen steriliseras efter varje ympning.

13. De inokulerade skenorna inkuberas vid 37 ° C i 24 timmar i en inkubator.