Oxidations-fermentationstest på bakterier för att ta reda på deras förmåga att utnyttja glukos (med figur)

Oxidations-fermentationstest på bakterier för att ta reda på deras förmåga att använda glukos aerobt (oxidativt) eller anaerobt (fermentativt)!

Princip:

Vissa bakterier har förmåga att använda glukos. Några av dem använder den endast i närvaro av syre (ox dativt eller aerobt), medan de andra, förutom att använda aerobiskt, också kan använda det i frånvaro av syre (fermentativt eller anaerobt).

Således kan en bakterie som kan fermentera glukos kunna oxidera den, men en bakterie som kan oxidera glukos kan inte jästa den. Om glukos används på något sätt, produceras syra, vilket minskar pH, vilket ändrar färgen av bromokresol lila från lila till gult.

I oxidations-fermentationstestet (O / F-test) odlas testbakterierna aerobt och anaerobt separat, i halvfasta agarrör innehållande glukos och bromokresollila. Om bakterierna har förmåga att använda glukos, ändras mediet färg från lila till gult. Om det utnyttjar glukos aerobiskt är det oxidativt och om det använder sig av glukos anaerobt är det fermentativt.

Material som krävs:

Provrör, konisk kolv, bomullsproppar, inokuleringsslinga, autoklav, bunsenbrännare, laminärflödeskammare, kassera burk, inkubator, glukosbuljong Hugh-Leif-son, flytande paraffin, isolerade kolonier eller rena bakteriekulturer.

Procedur:

1. Ingredienserna i Hugh-Leifson glukosbuljongmedium (HLGB) (innehållande glukos och bromkresollila som huvudkomponenter) eller dess färdiga pulver som krävs för 100 ml buljongen vägs och löses i 100 ml destillerat vatten i en 250 ml konisk kolv genom att skaka och virvla (Figur 7.9).

2. pH-värdet bestäms med pH-papper eller pH-mätare och justeras till 7.4 med 0, 1 N HCI om det är mer eller använder 0, 1N NaOH om det är mindre.

3. Efter justering av pH tillsättes agar. Mindre agar används här för att få ett halvfast medium för att underlätta stöt.

4. Kolven upphettas för att upplösa agar i mediet fullständigt.

5. Innan det stelnar, fördelas mediet i varmt smält tillstånd i två uppsättningar provrör (ca 5 ml vardera); varje uppsättning har fem provrör.

6. Provrören är bomullspluggade, täckta med hantverkspapper och bundet med tråd eller gummiband.

7. Buljongörerna steriliseras vid 121 ° C (15 psi tryck) i 15 minuter i en autoklav.

8. Buljongörerna får svalna till rumstemperatur.

9. Flytande paraffin steriliseras genom upphettning vid 180 ° C i 3 timmar i en varmluftsugn.

10. Testbakterierna inokuleras aseptiskt, företrädesvis i en laminär strömningskammare, i alla de steriliserade halvfasta buljongörerna genom att sticka med hjälp av en flamsteriliserad inokuleringsslinga. Slingan steriliseras efter varje ympning.

11. Den steriliserade flytande paraffinen hälls försiktigt aseptiskt i en uppsättning inokulerade rör (ca 1 cm högt på mediet) för att ge anaerobt tillstånd.

12. Samtliga inokulerade buljongrör inkuberas vid 37 ° C i 24 timmar i en inkubator.